1. 蛋白質提取實驗，加入提取液震盪，過濾，離心後，待測液能否放置一段
植物組織蛋白質來提取方法源
1、根據樣品重量(1g樣品加入3.5ml提取液，可根據材料不同適當加入)，准備提取液放在冰上。
2、把樣品放在研缽中用液氮研磨，研磨後加入提取液中在冰上靜置(3-4小時)。
3、用離心機離心8000rpm40min4℃或11100rpm20min4℃
4、提取上清液，樣品制備完成。
2. 核酸提取儀的離心柱法、磁珠法有什麼不同，拓赫區別在哪裡，要怎樣進行選擇
核酸提取儀的離心柱法主要採用的是離心機和自動移液裝置相結合的方法，通內量一般在1-12個樣本，費時費力容，工作效率差而且價格昂貴，不同型號儀器的耗材也不能通用，僅適合經費充足的大型實驗室使用。
磁珠法主要是以磁珠為載體，利用磁珠在高鹽低PH值下吸附核酸，在低鹽高PH值下與核酸分離，再通過移動磁珠或轉移液體來實現核酸的整個提取純化過程。既可以單管提取，也可以多提取，操作簡單耗時短，不但成本低廉，而且效率還很高，主要應用中實驗室中。
具體要怎樣進行選擇就需要看你們的需求是怎麼樣的了，根據需求去進行選擇就可以啦。
3. 提取濃縮鈾為何需要幾千台離心機,感覺這樣的方法
提純濃縮鈾－235含量的技術比較復雜, 現時用來提純鈾－235的主要方法有氣體擴散法離子交換法、氣體離心法、蒸餾法、電解法、電磁法、電流法等，其中以氣體擴散法最成熟，製造第一顆原子彈用的鈾核材料就是用這種方法製造出來的。六氟化鈾氣體被壓縮通過一系列高速旋轉的圓筒，或離心機。鈾-238同位素重分子氣體比鈾-235輕分子氣體更容易在圓筒的近壁處得到富集。在近軸處富集的氣體被導出，並輸送到另一台離心機進一步分離。隨著氣體穿過一系列離心機，其鈾-235同位素分子被逐漸富集。與氣體擴散法相比，氣體離心法所需的電能要小很多，因此該法已被大多數新濃縮廠所採用。比如鈾濃縮關鍵設備p-2離心機。 鈾有兩種同位素：U238和U235 其中U238占絕大多數，但只有U235才是裂變反應需要的 這兩種同位素均勻的混合分布在一起，要進行裂變反應必須提高U235占的比重。經過提純的鈾就叫濃縮鈾 其中核武器用的鈾濃度比核電站的還要高 鈾是存在於自然界中的一種稀有化學元素，具有放射性。鈾主要含三種同位素，即鈾238、鈾235和鈾234,其中只有鈾235是可裂變核元素，在中子轟擊下可發生鏈式核裂變反應，可用作原子彈的核裝料和核電站反應堆的燃料。 在天然礦石中鈾的三種同位素共生，其中鈾235的含量非常低，只有約0.7％。為滿足核武器和核動力的需求，一些國家建造了鈾濃縮廠，以天然鈾礦做原料，運用同位素分離法（擴散法、離心法和激光法等）使天然鈾的三種同位素分離，以提高鈾235的豐度，提煉濃縮鈾。 濃縮」術語的使用涉及旨在提高某一元素特定同位素豐度的同位素分離過程，例如從天然鈾生產濃縮鈾或從普通水生產重水。濃縮設施分離鈾同位素的目的是提高鈾-235相對於鈾-238的相對豐度或濃度。這種設施的能力用分離功單位衡量。 若要在某些類型反應堆和武器中使用鈾，就必須對其進行濃縮。這意味著必須提高易裂變鈾-235的濃度，然後才能將其製成燃料。這種同位素的天然濃度是0.7％，而在大多數通用商業核電廠中，持續鏈式反應的濃度通常約為3.5％。用於武器和艦船推進的豐度通常約為93％。但艦船推進可以只需20％或更低的豐度。鑒於在豐度0.7％至2％之間需要與豐度2％至93％之間同樣多的分離功，因此濃縮過程不是線性的。這意味著在能夠隨時獲得商用濃縮鈾的情況下，達到武器級的濃縮工作量可減少到不足一半，而鈾的供料量可減少到20％以下。 在適用於提高鈾-235濃度的技術中，有7項技術特別重要： 氣體擴散法——這是商業開發的第一個濃縮方法。該工藝依靠不同質量的鈾同位素在轉化為氣態時運動速率的差異。在每一個氣體擴散級，當高壓六氟化鈾氣體透過在級聯中順序安裝的多孔鎳膜時，其鈾-235輕分子氣體比鈾-238分子的氣體更快地通過多孔膜壁。這種泵送過程耗電量很大。已通過膜管的氣體隨後被泵送到下一級，而留在膜管中的氣體則返回到較低級進行再循環。在每一級中，鈾-235/鈾-238濃度比僅略有增加。濃縮到反應堆級的鈾-235豐度需要1000級以上。 氣體離心法——在這類工藝中，六氟化鈾氣體被壓縮通過一系列高速旋轉的圓筒，或離心機。鈾-238同位素重分子氣體比鈾-235輕分子氣體更容易在圓筒的近壁處得到富集。在近軸處富集的氣體被導出，並輸送到另一台離心機進一步分離。隨著氣體穿過一系列離心機，其鈾-235同位素分子被逐漸富集。與氣體擴散法相比，氣體離心法所需的電能要小很多，因此該法已被大多數新濃縮廠所採用。 氣體動力學分離法——所謂貝克爾技術是將六氟化鈾氣體與氫或氦的混合氣體經過壓縮高速通過一個噴嘴，然後穿過一個曲面，這樣便形成了可以從鈾-238中分離鈾-235同位素的離心力。氣體動力學分離法為實現濃縮比度所需的級聯雖然比氣體擴散法要少，但該法仍需要大量電能，因此一般被認為在經濟上不具競爭力。在一個與貝克爾法明顯不同的氣體動力學工藝中，六氟化鈾與氫的混合氣體在一個固定壁離心機中的渦流板上進行離心旋轉。濃縮流和貧化流分別從布置上有些類似於轉筒式離心機的管式離心機的兩端流出。南非一個能力為25萬分離功單位的鈾-235最高豐度為5％的工業規模的氣體動力學分離廠已運行了近10年，但也由於耗電過大，而在1995年關閉。 激光濃縮法——激光濃縮技術包括3級工藝：激發、電離和分離。有2種技術能夠實現這種濃縮，即「原子激光法」和「分子激光法」。原子激光法是將金屬鈾蒸發，然後以一定的波長應用激光束將鈾-235原子激發到一個特定的激發態或電離態，但不能激發或電離鈾-238原子。然後，電場對通向收集板的鈾-235原子進行掃描。分子激光法也是依靠鈾同位素在吸收光譜上存在的差異，並首先用紅外線激光照射六氟化鈾氣體分子。鈾-235原子吸收這種光譜，從而導致原子能態的提高。然後再利用紫外線激光器分解這些分子，並分離出鈾-235。該法似乎有可能生產出非常純的鈾-235和鈾-238，但總體生產率和復合率仍有待證明。在此應當指出的是，分子激光法只能用於濃縮六氟化鈾，但不適於「凈化」高燃耗金屬鈈，而既能濃縮金屬鈾也能濃縮金屬鈈的原子激光法原則上也能「凈化」高燃耗金屬鈈。因此，分子激光法比原子激光法在防擴散方面會更有利一些。 同位素電磁分離法——同位素電磁分離濃縮工藝是基於帶電原子在磁場作圓周運動時其質量不同的離子由於旋轉半徑不同而被分離的方法。通過形成低能離子的強電流束並使這些低能離子在穿過巨大的電磁體時所產生的磁場來實現同位素電磁分離。輕同位素由於其圓周運動的半徑與重同位素不同而被分離出來。這是在20世紀40年代初期使用的一項老技術。正如伊拉克在20世紀80年代曾嘗試的那樣，該技術與當代電子學結合能夠用於生產武器級材料。 化學分離法——這種濃縮形式開拓了這樣的工藝，即這些同位素離子由於其質量不同，它們將以不同的速率穿過化學「膜」。有2種方法可以實現這種分離：一是由法國開發的溶劑萃取法，二是日本採用的離子交換法。法國的工藝是將萃取塔中2種不互溶的液體混和，由此產生類似於搖晃1瓶油水混合液的結果。日本的離子交換工藝則需要使用一種水溶液和一種精細粉狀樹脂來實現樹脂對溶液的緩慢過濾。 等離子體分離法——在該法中，利用離子迴旋共振原理有選擇性地激發鈾-235和鈾-238離子中等離子體鈾-235同位素的能量。當等離子體通過一個由密式分隔的平行板組成的收集器時，具有大軌道的鈾-235離子會更多地沉積在平行板上，而其餘的鈾-235等離子體貧化離子則積聚在收集器的端板上。已知擁有實際的等離子體實驗計劃的國家只有美國和法國。美國已於1982年放棄了這項開發計劃。法國雖然在1990年前後停止了有關項目，但它目前仍將該項目用於穩定同位素分離。 迄今為止，只有氣體擴散法和氣體離心法達到了商業成熟程度。所有這7項技術均在不同程度上具有擴散敏感性，因為它們都能夠在一項秘密計劃中不惜代價地被用於從天然鈾或低濃鈾生產高濃鈾。但是，由於這些技術的特徵不同，因而將影響到其被探知的可能性。 http://www.lolong.com/c?in=0&id=3828338
麻煩採納，謝謝!
4. 提取基因組的方法
提取基因組DNA和細胞核DNA是不同的方法
提取細胞核要先把細胞破碎分離出細胞核，要在甘油或其他保護劑中進行
SDS十二烷基磺酸鈉：可破壞細胞膜、核膜，並使組織蛋白與DNA分離
CATB是一種抽提液，破壞細胞膜的~具體忘了~
DNA不溶於異丙醇，異丙醇可以析出DNA，產生白色絮狀沉澱，用槍頭挑出就可以了
以下是一些具體方法，希望有用
基因組DNA提取方法
制備基因組DNA是進行基因結構和功能研究的重要步驟，通常要求得到的片段的長度不小於100-200kb。在DNA提取過程中應盡量避免使DNA斷裂和降解的各種因素，以保證DNA的完整性，為後續的實驗打下基礎。主要是CTAB方法，其他的方法還有1物理方式:玻璃珠法,超聲波法,研磨法,凍融法。2化學方式：異硫氰酸胍法,鹼裂解法3生物方式:酶法。根據核酸分離純化方式的不同有:硅質材料、陰離子交換樹脂等
試驗步驟：
1、貼壁細胞用胰酶消化，離心收集。
2、細胞重懸於冰冷的PBS漂洗一次，離心收集。試驗步驟2再重新作一邊。
3、加入5mlDNA提取緩沖液，(10mmol/LTris-cl,0.1mol/LEDTA,o.5%SDS),混勻。
4、加入25ul蛋白酶K,使終濃度達到100ug/ml,混勻，50℃水浴3h,
5、用等體積的酚抽提一次，2500rpm離心收集水相，用等體積的（酚，氯仿，異戊醇）混合物抽提一次，2500r/min離心收集水相
6、用等體積的氯仿，異戊醇抽提一次。加入等體積的5mol/L的LiCL,混勻，冰浴，10min.。
7、2500rpm離心10min.轉上清於一離心管中。加入等體積的異丙醇。室溫10min。
2500rpm,離心10min。棄上清。
8、加入0.1倍體積3mol/L乙酸鈉(PH5.2)與2倍體積-20℃預冷無水乙醇。-20℃20min。
9、12000r/min,室溫離心5min。棄上清。將DNA溶於適量TE中。
外周血DNA提取技術
分離外周血白細胞提取方法：
試驗步驟：
1、取人肘靜脈血5ml，EDTA抗凝，2500rpm離心10min。
2、小心吸取上層血漿，分裝到3個0.5ml離心管中。
3、在血細胞中加入3倍體積的溶血液，搖勻，冰浴15min。
4、2500rpm離心10min，棄上清。
5、加入10ml溶血液，搖勻，冰浴15min。
6、3000rpm離心10min，棄上清。
7、倒置離心管，去掉殘液。
8、得白細胞，－80?C凍存。
試驗要求：
血至分離白細胞之間隔時間在室溫下放置不超過2h，4℃放置不超過5h，以防白細胞自溶。
氯仿法抽提外周血白細胞基因組DNA：
試驗試劑：
Ligsisbuffer：
133mMNH4ClNHCl7.12g0.9mMNH4HCO3NH4HCO30.071g0.1mMEDTA0.5mMEDTA0.2ml；最後加滅菌去離子水至1000ml，高壓滅菌。
ACD抗凝劑：檸檬酸1.68g檸檬酸鈉4.62g葡萄糖5.15g；最後加滅菌去離子水至350ml，高壓滅菌。
提取緩沖液（Extractionbuffer）：
10mMTrisCl(PH=8.0)1MTris.Cl(PH=8.0)1ml0.1mMEDTA(PH=8.0)0.5mMEDTA(PH=8.0)20ml0.5%SDS10%SDS0.5ml；最後加滅菌去離子水至100ml，高壓滅菌
試驗步驟：
1、在500μl抗凝血中加入ligsisbuffer1000μl，充分顛混至清亮。以4000rpm，離心5min。棄上清液。
2、沉澱中加入ligsisbuffer1500μl，充分勻漿。以6000rpm，離心5min。
3、徹底棄去上清，加入extractionbuffer500μl（裂解細胞），混勻置於37℃，水溶1h。
4、加入8μl的蛋白酶K，顛混，37℃過夜（或55℃，3h，但是37℃效果要好些）。
5、每管加入450μl飽和酚（取溶液下層）緩慢搖晃10min，以5500rpm，離心15min。
6、取上清，每管加入250μl飽和酚和250μl氯仿－異戊醇，搖勻10min，以5500rpm，離心15min。
7、取上清，每管加入500μl氯仿－異戊醇，搖勻10min，以5500rpm，離心15min。
8、取上清，每管加50μl的3M的NaAC＋，適量無水乙醇（預冷）至滿，搖勻放入-20℃保存2h以上。
9、以12000rpm，離心20min。去上清，加入70％乙醇500μl，以12000rpm，離心5min，去上清，50－60℃乾燥。
10、加入50μl滅菌去離子水，轉彈，混勻。
NaI提取法提取外周血白細胞基因組：
實驗步驟：
1、取外周抗凝血（全血）100ul於eppendorf管中，12000rpm離心12min。
2、棄上清，加雙蒸水200ul溶解，搖勻20s。
3、混勻後加6MNaI溶液200ul，搖勻20s。
4、加入氯仿/異戊醇（24：1）400ul，邊加邊搖，搖勻20s，12000rpm離心12min。
5、取上層液350ul，加入另一新eppendorf管中，加0.6倍體積異丙醇，搖勻20s，室溫放置15min，靜置後的反應體系15000rpm離心12min，使沉澱緊貼eppendorf管壁。
6、棄異丙醇，加70％乙醇1ml（不振動），以15000rpm離心12min。
7、棄乙醇，敞開eppendorf管蓋，烘乾（37℃恆溫箱）後，加1xTE溶液30ul，溶解DNA＞12h以上，製成的DNA液-20℃冰箱保存備用。
常用的外周血白細胞基因提取方法：
試驗原理：
苯酚/氯仿提取DNA是利用酚是蛋白質的變性劑，反復抽提，使蛋白質變性，SDS(十二烷基磺酸鈉)將細胞膜裂解，在蛋白酶K、EDTA的存在下消化蛋白質或多肽或小肽分子，核蛋白變性降解，使DNA從核蛋白中游離出來。DNA易溶於水，不溶於有機溶劑。蛋白質分子表面帶有親水基團，也容易進行水合作用，並在表面形成一層水化層，使蛋白質分子能順利地進入到水溶液中形成穩定的膠體溶液。當有機溶液存在時，蛋白質的這種膠體穩定性遭到破壞，變性沉澱。離心後有機溶劑在試管底層(有機相)，DNA存在於上層水相中，蛋白質則沉澱於兩相之間。酚-氯仿抽提的作用是除去未消化的蛋白質。氯仿的作用是有助於水相與有機相分離和除去DNA溶液中的酚。抽提後的DNA溶液用2倍體積的無水乙醇在1/103mol/LNaCl存在下沉澱DNA，回收DNA用70%乙醇洗去DNA沉澱中的鹽，真空乾燥，用TE緩沖液溶解DNA備用。
試驗步驟：
1、將1mlEDTA抗凝貯凍血液於室溫解凍後移入5ml離心管中，加入1ml磷酸緩沖鹽溶液（PBS），混勻，3500rpm離心15min,傾去含裂解紅細胞的上清。重復一次。用0.7mlDNA提取液混懸白細胞沉澱，37℃水浴溫育1h。
2、將上述DNA提取液混懸白細胞，37℃水浴溫育1h後，加入1mg/ml蛋白酶K0.2ml,至終濃度為100-200ug/ml,上下轉動混勻，液體變粘稠。50℃水浴保溫3h，裂解細胞，消化蛋白。保溫過程中，應不時上下轉動幾次，混勻反應液。
3、反應液冷卻至室溫後，加入等體積的飽和酚溶液，溫和地上下轉動離心管5-10min，直至水相與酚相混勻成乳狀液。5000rpm離心15min，用大口吸管小心吸取上層粘稠水相，移至另一離心管中。重復酚抽提一次。加等體積的氯仿：異戊醇（24：1），上下轉動混勻，5000rpm離心15min，用大口吸管小心吸取上層粘稠水相，移至另一離心管中。重復一次。
4、加入1/5體積的3mol/LNaAc及2倍體積的預冷的無水乙醇，室溫下慢慢搖動離心管，即有乳白色雲絮狀DNA出現。用玻璃棒小心挑取雲絮狀的DNA，轉入另一1.5ml離心管中，加70%乙醇0.2ml，以5000rpm離心5min。洗滌DNA，棄上清，去除殘留的鹽。重復一次。室溫揮發殘留的乙醇，但不要讓DNA完全乾燥。加TE液20ul溶解DNA,置於搖床平台緩慢搖動，DNA完全溶解通常需12-24h。製成的DNA液-20℃冰箱保存備用。
真核細胞DNA的制備
一般真核細胞基因組DNA有107-9bp，可以從新鮮組織、培養細胞或低溫保存的組織細胞中提取，常是採用在EDTA以及SDS等試劑存在下用蛋白酶K消化細胞，隨後用酚抽提而實現的。這一方法獲得的DNA不僅經酶切後可用於Southern分析，還可用於PCR的模板、文庫構建等實驗。
根據材料來源不同，採取不同的材料處理方法，而後的DNA提取方法大體類似，但都應考慮以下兩個原則：
1、防止和抑制DNase對DNA的降解。
2、盡量減少對溶液中DNA的機械剪切破壞。
試劑准備：
1、TE:10mMTris-HCl(pH7.8);1mMEDTA(pH8.0)。
2、TBS:25mMTris-HCl(pH7.4);200mMNaCl;5mMKCl。
3、裂解緩沖液：250mMSDS;使用前加入蛋白酶K至100mg/ml。
4、20%SDS
5、2mg/ml蛋白酶K
6、Tris飽和酚（pH8.0）、酚/氯仿（酚∶氯仿=1∶1）、氯仿
7、無水乙醇、75%乙醇
試驗步驟：
材料處理：
1、新鮮或冰凍組織處理：
1)取組織塊0.3-0.5cm3,剪碎，加TE0.5ml，轉移到勻漿器中勻漿。
2)將勻漿液轉移到1.5ml離心管中。
3)加20%SDS25ml，蛋白酶K(2mg/ml)25ml，混勻。
4)60°C水浴1-3hr。
2、培養細胞處理：
1)將培養細胞懸浮後，用TBS洗滌一次。
2)離心4000g×5min，去除上清液。
3)加10倍體積的裂解緩沖液。
4)50-55°C水浴1-2hr。
DNA提取：
1、加等體積飽和酚至上述樣品處理液中，溫和、充分混勻3min。
2、離心5000g×10min，取上層水相到另一1.5ml離心管中。
3、加等體積飽和酚，混勻，離心5000g×10min，取上層水相到另一管中。
4、加等體積酚/氯仿，輕輕混勻，離心5000g×10min，取上層水相到另一管中。如水相仍不澄清，可重復此步驟數次。
5、加等體積氯仿，輕輕混勻，離心5000g×10min，取上層水相到另一管中。
6、加1/10體積的3M醋酸鈉（pH5.2）和2.5倍體積的無水乙醇，輕輕倒置混勻。
7、待絮狀物出現後，離心5000g×5min，棄上清液。
8、沉澱用75%乙醇洗滌，離心5000g×3min，棄上清液。
9、室溫下揮發乙醇，待沉澱將近透明後加50-100mlTE溶解過夜。
植物組織中DNA的提取
試驗原理：
脫氧核糖核酸（deoxribonucleicacid，DNA）是一切生物細胞的重要組成成分，主要存在於細胞核中，鹽溶法是提取DNA的常規技術之一。從細胞中分離得到的DNA是與蛋白質結合的DNA，其中還含有大量RNA，即核糖核蛋白。如何有效地將這兩種核蛋白分開是技術的關鍵。DNA不溶於0.14mol/L的NaCl溶液中，而RNA則能溶於0.14mol/L的NaCl溶液之中，利用這一性質就可以將二者從破碎細胞漿液中分開。制備過程中，細胞破碎的同時就有Dnase釋放到提取液中，使DNA因被降解而影響得率，在提取緩沖液中加入適量的檸檬酸鹽和EDTA，既可抑制酶的活性又可使蛋白質變性而與核酸分離，再加入陰離子去垢劑0.15％的SDS，經過2h攪拌，或用氯仿－異醇除去蛋白，通過離心使蛋白質沉澱而除去，得到的是含有核酸的上清液。然後用95％的預冷乙醇即可把DNA從除去蛋白質的提取液中沉澱出來。
植物DNA的SDS提取法：
試驗試劑：
1、研磨緩沖液：稱取59.63gNaCl，13.25g檸檬酸三鈉，37.2gEDTA－Na分別溶解後合並為一，用0.2mol/L的NaOH調至pH7.0，並定容至1000ml。
2、10×SSC溶液：稱取87.66gNaCl和44.12g檸檬酸三鈉，分別溶解，一起定容至1000ml。
3、1×SSC溶液：用10×SSC溶液稀釋10倍。
4、0.1×SSC溶液：用1×SSC溶液稀釋10倍。
5、Rnase溶液：用0.14mol/LNaCl溶液配製成25mg/ml的酶液，用1mol/LHCl，pH至5.0，使用前經80℃水浴處理5min（以破壞可能存在的Dnase）。
6、氯仿－異戊醇：按24ml氯仿和1ml異戊醇混合。
7、5mol/L高氯酸鈉溶液：稱取NaClO4．H2O70.23g，先加入少量蒸餾水溶解再容至100ml。
8、SDS（十二烷基硫酸鈉）化學試劑的重結晶：將SDS放入無水酒精中達到飽和為止，然後在70～80℃的水浴中溶解，趁熱過濾，冷卻之後即將濾液放入冰箱，待結晶出現再置室溫下涼干待用。
9、1mol／LHCl。
10、0.2mol/LNaOH。
11、二苯胺乙醛試劑：1.5g二苯胺溶於100ml冰醋酸中，添加1.5ml濃硫酸，裝入棕色瓶，貯存暗處，使用時加0.1ml乙醛液〔濃乙醛：H2O＝1：50（V／V）〕。
12、1.0mol/L高酸溶液（HClO4）。
13、0.05mol/LNaOH。
14、DNA標准液：取標准DNA25mg溶於少量0.05mol.L-1NaOH中，再用0.05mol/LNaOH定容至25ml，後用移溶管吸取此液5ml至50ml容量瓶中，加5.0ml1mol/LHClO4，混合冷卻後用0.5mol/LHClO4定容至刻度，則得100μg/ml的標准溶液。
實驗步驟：
1、稱取植物幼嫩組織10g剪碎置研缽中，加10ml預冷研磨緩沖液並加入0.1g左右的SDS，置冰浴上研磨成糊狀。
2、將勻漿無損轉入25ml刻度試管中加入等體積的氯仿－異戊醇混合液，加上塞子，劇烈振盪30s，轉入離心管，靜置片刻以脫除組織蛋白質。以4000rpm離心5min。
3、離心形成三層，小心地吸取上層清液至刻度試管中，棄去中間層的細胞碎片、變性蛋白質及下層的氯仿。
4、將試管置72℃水浴中保溫3min（不超過4min），以滅活組織的DNA酶，然後迅速取出試管置冰水浴中冷卻到室溫，加5mol/L高氯酸鈉溶液〔提取液：高氯酸鈉溶液＝4：1（V／V）〕，使溶液中高氯酸鈉的最終濃度為1mol/L。
5、再次加入等體積氯仿－異戊醇混合液至大試管中，振盪1min，靜置後在室溫下離心（4000rpm）5min，取上清液置小燒杯中。
6、用滴管吸95％的預冷乙醇，慢慢地加入燒杯中上清液的表面上，直至乙醇的體積為上清液的兩倍，用玻璃棒輕輕攪動。此時核酸迅速以纖維狀沉澱纏繞在玻璃棒上。
7、然後加入0.5ml左右的10×SSC，使最終濃度為1×SSC。
8、重復第6步驟和第7步驟即得到DNA的粗製品。
9、加入已處理的Rnase溶液，使其最後的作用濃度為50～70μg/ml，並在37℃水浴中保溫30min，以除去RNA。
10、加入等體積的氯仿－異戊醇混合液，在三角瓶中振盪1min，再除去殘留蛋白質及所加Rnase蛋白，室溫下以4000rpm離心5min，收集上層水溶液。
11、再按6、7步驟處理即可得到純化的DNA液。
植物DNA的CTAB提取法：
試驗步驟：
1、稱取新鮮葉片2-3g，剪碎放入研缽中，在液氮中研磨成粉末。
2、將粉末轉移到加有7ml經預熱的15×CTAB提取緩沖液15ml離心管中，迅速混勻後置於65℃水浴中，溫育30min。
3、取出離心管,冷卻至室溫，加入氯仿/異戊醇(24:1)，充分混勻，室溫下2300轉離心20min。
4、將上清轉移至另一新的15ml離心管中，加入1/10體積10%的CTAB和等體積的氯仿/異戊醇。充分混勻，2300rpm離心20min。
5、轉移上清至另一新的15ml離心管中，加入等體積1%的CTAB沉澱緩沖液，輕輕搖晃至形成DNA絮狀沉澱。1000rpm離心10min，使DNA沉澱於管底。
6、加入1.5-2ml的1mol/LNaCl及5μlRNase置於56℃水浴中過夜。
7、待DNA完全溶解後，加2-3ml4℃預冷的95%的冰乙醇使DNA沉澱，挑出DNA，置於15ml離心管中，用70%乙醇清洗30min。
8、離心機甩5s，倒出70%乙醇，再用95%乙醇浸泡5min，倒出95%乙醇，在超凈工作台上吹乾。
9、將風乾的DNA直接在4℃保存備用或溶於100μlTE溶液中於-20℃保存。
細菌DNA的提取方法
針對一些不易於提取的細菌的方法:
試驗試劑：
抽提緩沖液：2%CTAB(W/V)2%PVPK25(w/v)（去色素）100mMTris-HCl(pH8.0)
25mMEDTA(pH8.0)2.0MNaCl
10MLiCl
2MLiCl
DEPC-water（抑制RNA酶活性）
3MNaAc(pH5.2)
96%乙醇
70%乙醇
試驗步驟：
1、抽提緩沖液65℃預熱。
2、加菌體到已經預熱的緩沖液（700ul）中混勻，65℃，10min。
3、加酚/氯仿/異戊醇（25：24：1），振盪，以12,000rpm，離心10min。
4、取上清，加氯仿/異戊醇（24：1）振盪，以12,000rpm，離心10min。
5、重復再作一次步驟4。
6、加入1/10體積的3M醋酸鈉和1.5倍體積的乙醇（或加入等體積的異丙醇），－20C下沉澱。
7、以2,000rpm，離心10min。
8、棄上清，以70％乙醇條洗沉澱，也可以再用100％乙醇洗，然後溶解於100ml水中。
較為常用的細菌DNA提取方法：
實驗步驟：
1、將菌株接種於液體LB培養基，37℃震盪培養過夜。
2、取1.5ml培養物12000rpm離心2min。
3、沉澱中加入567ul的TE緩沖液，反復吹打使之重新懸浮，加入30ul10%SDS和15ul的蛋白酶K，混勻，於37℃溫育1h.
4、加入100ul5mol/LNaCl,充分混勻，再加入80ulCTAB/NaCl溶液，混勻後再65℃溫育10min。
5、加入等體積的酚/氯仿/異戊醇混勻，離心4-5min,將上清轉入一隻新管中，加入0.6-0.8倍體積的異丙醇，輕輕混合直到DNA沉澱下來，沉澱可稍加離心。
6、沉澱用1ml的70%乙醇洗滌後，離心棄乙醇．
真菌DNA提取總結的兩種方法：
第一種方法：
試驗步驟：
1、取真菌菌絲0.5g,在液氮中迅速研磨成粉。
2、加入4mL提取液，快速振盪混勻。
3、加入等體積的4mL的氯仿:異戊醇(24:1)，渦旋3～5min（此處是粗提沒有加酚）。
4、以4℃，1000rpm，離心5min。
5、上清再用等體積的氯仿:異戊醇(24:1)抽提一次。以4℃，10,000rpm，離心5min。
6、取上清，加入2/3倍體積的-20℃預冷的異丙醇或2.5倍體積的無水乙醇沉澱,混勻,靜置約30min。
7、用毛細玻棒挑出絮狀沉澱,用75%乙醇反復漂洗數次,再用無水乙醇漂洗1次,吹乾，重懸於500ulTE中。
8、加入1ulRNaseA（10mg/mL），37℃下處理1h。
9、用酚（pH8.0）:氯仿:異戊醇(25:24:1)和氯仿:異戊醇(24:1)各抽提1次。以4℃，10,000rpm，離心5min。
10、取上清，加入1/10倍體積的3MNaAc,2.5倍體積的無水乙醇,-70℃沉澱30min以上。
11、沉澱用75%乙醇漂洗，風干,溶於200ulTE中，-20℃保存備用。
DNA提取液：0.2MTris-HCl（pH7.5），0.5MNaCl，0.01MEDTA，1％SDS，3MNaAc。
第二種方法：
試驗步驟：
1、真菌菌絲0.5-1g,在液氮中迅速研磨成粉。
2、加入3mL65℃預熱的DNA提取緩沖液，快速振盪混勻65℃水浴30min,期間混勻2-3次。
3、加入1mL5MKAc，冰浴20min。
4、等體積的氯仿:異戊醇(24:1)抽提1次（10,000rpm，4℃離心5min）。
5、取上清，加入2/3倍體積的-20℃預冷異丙醇,混勻,靜置約30min。
6、用毛細玻棒挑出絮狀沉澱,用75%乙醇反復漂洗數次,再用無水乙醇漂洗1次,吹乾，重懸於500ulTE中。
7、加入1ulRNaseA（10mg/mL），37℃處理1h。
8、用酚（pH8.0）:氯仿:異戊醇(25:24:1)和氯仿:異戊醇(24:1)各抽提1次。以4℃，10,000rpm，離心5min。
9、取上清，1/10V3MNaAc,2.5V體積的無水乙醇,-70℃沉澱30min以上。
10、沉澱用75%乙醇漂洗，風干,溶於200ulTE中，-20℃保存備用。
植物基因組提取(CATB法)
作者： 時間：2008-05-13 14:26:27 來源: 生物谷 瀏覽評論
一、實驗目的
掌握植物總DNA的抽提方法和基本原理。學習根據不同的植物和實驗要求設計和改良植物總DNA抽提方法。
二、實驗原理
通常採用機械研磨的方法破碎植物的組織和細胞，由於植物細胞勻漿含有多種酶類(尤其是氧化酶類)對DNA的抽提產生不利的影響，在抽提緩沖液中需加入抗氧化劑或強還原劑(如巰基乙醇)以降低這些酶類的活性。在液氮中研磨，材料易於破碎，並減少研磨過程中各種酶類的作用。
十二烷基肌酸鈉(sarkosyl)、十六烷基三甲基溴化銨(hexadyltrimethyl ammomum bromide，簡稱為CTAB)、十二烷基硫酸鈉(sodium dodecyl sulfate，簡稱SDS)等離子型表面活性劑，能溶解細胞膜和核膜蛋白，使核蛋白解聚，從而使DNA得以游離出來。再加入苯酚和氯仿等有機溶劑，能使蛋白質變性，並使抽提液分相，因核酸(DNA、RNA)水溶性很強，經離心後即可從抽提液中除去細胞碎片和大部分蛋白質。上清液中加入無水乙醇使DNA沉澱，沉澱DNA溶於TE溶液中，即得植物總DNA溶液。
三、實驗材料
水稻幼葉
四、主要配方
2% CTAB抽提緩沖溶液: CTAB 4g NaCl 16.364 g 1M Tris-HCl 20ml( PH8.0) 0.5M EDTA 8ml，先用70ml ddH2O溶解, 再定容至200ml滅菌, 冷卻後0.2-1% 2-巰基乙醇 （400ul） 氯仿-異戊醇（24：1）：先加96ml氯仿，再加4ml異戊醇，搖勻即可。
五、實驗步驟
1. DNA的提取
（1） 2%CTAB抽提緩沖液在65℃水浴中預熱。
（2）取少量葉片（約1g）置於研缽中，用液氮磨至粉狀；
（3） 加入700ul的2%CTAB抽提緩沖液，輕輕攪動；
（4） 將磨碎液分倒入1.5 ml的滅菌中，磨碎液的高度約占管的三分之二；
（5）置於65℃的水浴槽或恆溫箱中，每隔10 min輕輕搖動，40 min後取出；
（6）冷卻2 min後，加入氯仿-異戊醇（24：1）至滿管，劇烈振盪2~3 min，使兩者混合均勻；
（7）放入離心機中10 000 rpm離心10 min，與此同時，將600 µl的異丙醇加入另一新的滅菌中；
（8） 10 000 rpm離心1 min後，移液器輕輕地吸取上清夜，轉入含有異丙醇的內，將離心管慢慢上下搖動30 sec，使異丙醇與水層充分混合至能見到DNA絮狀物；
（9）10000 rpm離心1 min後，立即倒掉液體，注意勿將白色DNA沉澱倒出，將離心管倒立於鋪開的紙巾上； （10）60 sec後，直立離心管，加入720 µl的75%乙醇及80 µl 5 M的醋酸鈉，輕輕轉動，用手指彈管尖，使沉澱與管底的DNA塊狀物浮游於液體中；
（11）放置30 min，使DNA塊狀物的不純物溶解；
（12）10000 rpm離心1 min後，倒掉液體，再加入800 µl 75%的乙醇，將DNA再洗 30 min；
（13）10000 rpm離心30 sec後，立即倒掉液體，將離心管倒立於鋪開的紙巾上；數分鍾後，直立離心管，乾燥DNA（自然風干或用風筒吹乾）；
（14）加入50 µl 0.5 × TE(含RNase)緩沖液，使DNA溶解，置於37℃恆溫箱約15 h，使RNA消解；
（15）置於-20℃保存、備用。
2. DNA質量檢測
瓊脂糖電泳檢測，原理和方法見實驗二。
六、 注意事項
（1）葉片磨得越細越好。
（2）移液器的使用。
（3）由於植物細胞中含有大量的DNA酶，因此，除在抽提液中加入EDTA抑制酶的活性外，第一步的操作應迅速，以免組織解凍，導致細胞裂解，釋放出DNA酶，使DNA降解。
5. DNA實驗室常用的DNA提取方法有哪些
提取DNA主要有SDS和CTAB法，其實提取效果的好壞主要看提取的對象是什麼樣的材料，在提取之前一定要好好分析材料的特性，然後在設計實驗步驟。
一）CTAB法
CTAB是一種去污劑，可溶解細胞膜，它能與核酸形成復合物，在高鹽溶液中（0.7 mol/L NaCl）是可溶的，當降低溶液鹽濃度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）時，從溶液中沉澱，通過離心就可將CTAB與核酸的復合物同蛋白質、多糖類物質分開，然後將CTAB與核酸的復合物沉澱溶解於高鹽溶液，再加入乙醇使核酸沉澱，CTAB能溶解於乙醇。
（二）SDS法
利用高濃度的SDS，在較高溫度（55—65℃）條件下裂解細胞，使染色體離析，蛋白質變性，釋放出核酸，然後採用提高鹽濃度及降低溫度的做法使蛋白質及多糖雜質沉澱（最常用的是加入5M的KAc於冰上保溫，在低溫條件下KAc與蛋白質及多糖結合成不溶物），離心除去沉澱後，上清液中的DNA用酚/氯仿抽提，反復抽提後用乙醇沉澱水相中的DNA。
以下是在提取熱帶水果DNA時設計的兩種不同方法步驟，對比起來CTAB法好，在禾本科植物效果差不多！
1、 CTAB法
1） 在所需量的CTAB抽提液中加入2－巰基乙醇，使終濃度達2％（v/v）。將此溶液預熱至65℃。
對於每克新鮮的葉組織大約需要4ml的2－ME/CTAB抽提液。
2） 用液氮（－196℃）或乾冰（－78℃）冷卻粉碎器/勻漿器，將0.5 g植物組織粉碎成細粉，然後將組織轉移到2.0 ml離心管。
3） 加入800 µl預熱的2－Me/CTAB，混合使之充分濕潤，於65℃溫育20 min，不時顛倒混勻。
4） 待冷至室溫後，加入800 µl氯仿/異戊醇（24：1），顛倒混勻至溶液呈乳濁狀----但不要振盪。25℃，10000 rpm離心10 min。
5） 上清（~700 µl）轉移至另一干凈的離心管中，加入5 µl RNaseA貯液，37℃溫育30 min。
6） 加入700 µl氯仿/異戊醇，顛倒混勻，25℃，10000 rpm離心10 min。
7） 上清（~600 µl）轉移至另一干凈的1.5 ml離心管中，加入600 µl異丙醇，顛倒混勻，室溫或-20℃放置20 min。
8） 25℃，12000 rpm，離心10 min，收集沉澱。
9） 去上清，加1 ml70%乙醇洗滌沉澱兩次。（25℃，12000 rpm，離心10 min）
10）涼干DNA，溶於50 µl ddH2O，4℃保存備用。
2、 SDS法
① 將0.3 g植物材料於液氮速凍，然後在研缽中將其磨碎，將粉末轉至2 ml離心管中。
② 加入1.2 ml預熱至65℃的提取緩沖液（其中加入3 μl β—巰基乙醇，增加DNA的穩定性），置65℃水浴中放置30分鍾，不時顛倒混勻。。
③ 加入0.45 ml 5M的醋酸鉀，混勻，冰浴20分鍾，在10000 rpm離心20 min。需要的話，Miracloth紗布過濾除去沉澱，上清液轉入另一離心管中。
④ 加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000 rpm離心15 min。
⑤ 轉移上清液到另一新離心管中，加5 μl RNaseA貯液，37℃溫育30 min。
⑥ 加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000 rpm離心15 min。
⑦ 轉移上清液到另一新離心管中，加入0.7V異丙醇，輕輕顛倒混勻，-20℃放置30分鍾沉澱核酸。
⑧ 25℃，12000 rpm，離心10 min，收集沉澱。
⑨ 棄上清，70％乙醇洗兩次。
⑩ 涼干DNA，溶於50 µl ddH2O，4℃保存備用。
6. 離心法提取X、Y精子是什麼
「帕可爾法」最初的研究目的，是希望能為不孕症的婦女做人工受精。經過帕可爾比重分離法，那些原本沾在精液上大部分的細菌或骯臟物質可因此過濾掉，保留較健全的精子。即使因精子數量太少而無法受孕者，亦可使用此方法來受孕。
精液中的前列腺素物質被當成人工流產劑促使子宮收縮。如果在自然狀態下要受孕，男性一次射精量為三西西，其中的前列腺素的作用可能使子宮產生收縮的液體量為0.5西西。
所以用帕可爾法把積存在試管底層的0.5西西精液取出，以做人工受精，應屬合理。
利用這種人工受精法結果發現，生女孩的幾率占絕大多數。以前用自然沉澱法做人工受精，因精子的生存率極低，往往無法達成心願。如今採取帕可爾法，已能得到健全且活潑的精子。
對於這一點，起初學者們都持懷疑態度，然而經過不斷地實驗研究，帕可爾法終於被認可，並應用在選擇胎兒性別中。
正如前面所言，生男孩的Y染色體可用奎納可林使其發亮，所以便以積存在帕可爾液最底層的部分精液，和留在上層的精液來試驗，結果發現底層中會發亮的精子極少，而上層卻很多，因此可知比重不同的X精子通過帕可爾層的速度要比Y子快得多。
因此，使用帕可爾法實行人工受精，生出的小孩多半為女孩。
此種偏頗現象的產生，其確實原因至今仍不甚清楚，但至少可以知道，X、Y精子的速度本來就有差別，而且X精子和Y精子本身的比重也不同。然而諸子微小得如同一粒分子，竟會有如此程度的差異，實在令人難以置信。
或許正如謝特爾斯博士所言，X精子的頭部比Y精子大些，而精子就如同分子細胞般微小，因此越大的下沉速度便越快。由此推論來看，謝特爾斯博士的理論也不能完全忽視。
7. 提取葉綠素為什麼過濾不離心 研磨提取葉綠素,勻漿為什麼濾紙過濾而不離心低溫離心可以嗎
王老師給您解釋下這個問題：
這個不需要的.
提取的話,有相應的提取液就可以,色素就會溶解在提取液裡面,建議使用無水乙醇,不涉及離心.
8. 誰能說說用緩沖液，採用超聲波破碎細胞的方法提取蛋白質的過程謝謝
離心最好在4度的環境下，離心液會產熱的~~~
9. 提取紅細胞膜書上說採用「離心法」。但是我覺得我們可以換種方法,可以用其他的方法嗎
其實吧 這在理想狀態下是可行的，但是作為一個課本實驗要，簡潔，節能。還有安全等因素。還有就是我認為溫度的掌握是很難的，既要蒸發又要保持蛋白質不變性。所以老師可能在這里考慮。說你的方法不可行。
10. 生物樣本提取離心屬於什麼提取方法
依據生物活性物質分子本身的理化特性,如溶解度、帶電性、大小、揮發性等進行版分離純化，權植物的活性物質的提取多採用：溶劑法、水蒸汽蒸餾法、超臨界二氧化碳提取分離法、萃取法。分離多用硅膠柱色譜法。植物的活性物質的提取多採用：溶劑法、水蒸汽蒸餾法、超臨界二氧化碳提取分離法、萃取法.分離多用硅膠柱色譜法.動物的生理活性物質提取分離比較復雜,方法多種：如鹽析法、電泳法、高速離心法、受體識別法等.
動物的生理活性物質提取分離比較復雜，方法多種：如鹽析法、電泳法、高速離心法、受體識別法等。